Использование препарата сурфагон как заменителя гипофиза для получения зрелых половых продуктов рыб

АЛЬ БАЧРИ ВАЛИД САМИ ДЖАВАД, КГЭУ, г. Казань

Науч. рук. д-р биол. наук, профессор КАЛАЙДА М.Л.

Заготовка гипофизов – трудоёмкая и дорогостоящая процедура, поэтому ведутся интенсивные поиски синтетических препаратов, заменяющих препараты гипофиза. Учитывая имеющийся недостаток гипофизов рыб, необходимо разработка методов их замены гормонами теплокровных животных и другими химическими веществами (синтетическими аналогами гормонов) (Кунин, 2009), разработка эффективного дозирования и технологии введения препаратов. Использование заменителей гипофиза применяется при использовании экологического и экологофизиологического методов управления созреванием половых клеток у рыб.

Одним из суперактивных синтетических аналогов гонадотропин-рилизинг гормонов (GnRH-a), внедряемых в последний период в широкое использование при разведении различных видов рыб, является сурфагон. В России он нашел наибольшее распространение в рыбохозяйственной практике при инъецировании осетровых рыб.

В настоящее время из-за дефицита и дороговизны ранее широко использовавшихся в рыбоводной практике гипофизарных препаратов интерес к сурфагону существенно возрос. На многих осетровых хозяйствах использование этого препарата давно уже стало обычным делом (Гончаров и др., 1991; Чебанов и др. 2004; Тренклер, 2010).

При использовании GnRHa необходимым условием созревания самок является способность гипофиза выделять в кровь под действием препарата достаточное количество гонадотропинов (Гончаров и др., 1991). При применении GnRHa негативную роль также может сыграть секреция в кровь в ответ на введение препарата, его ингибитора – дофамина (Гончаров, 1998).

В некоторых случаях возникает необходимость комбинированного применения гипофизарных препаратов и GnRHa. В этом случае, после предварительной гипофизарной, производится разрешающая инъекция GnRHa (1,0–1,5 мкг/кг). Если GnRHa инъецировать перед гипофизарным препаратом, существует опасность, что введенный после него экзогенный гонадотропин будет «лишним», что приведет к повреждению ооцитов (Чебанов и др., 2011).

Ежегодно кампания по получению икры стерляди в Кармановском рыбхозе длится с середины декабря до апреля. При работе в декабре-январе инъецируют каждой самке при первой инъекции 15 мкг сурфагона с одной растёртой таблеткой раунатина, при второй инъекции – 15 мкг чистого сурфагона. В случае неудовлетворительных результатов в самом начале сезона число таблеток можно увеличить до полутора-двух (Подушка, 2010).

Имеются данные о том, что к концу сезона дозу сурфагона можно постепенно снизить до 10 мкг при каждой инъекции, а дозу раунатина – до 0,5 таблетки. В литературе отмечается (Подушка, 2010), что в поздние сроки можно обойтись и без применения раунатина. Однако к настоящему времени детально технология инъецирования рыб разных видов сурфагоном не отработана.

Поскольку наиболее популярным объектом выращивания в Ираке является карп, то исследования эффективности применения сурфагона при получении половых продуктов проводились на карповых рыбах в декабре в условиях мини-УЗВ на кафедре «Водные биоресурсы и аквакультура».

Использовали препарат сурфагон на карпе кои и карасе при дозах 3,6- 6,6 мл/кг для самок кои, 2,7 мл/кг для самцов кои и 3,8 мл/кг для самок карася. Использовали трех- и двух кратное инъецирование.

Получены зрелые половые продукты карася после 2-кратного инъецирования. При отмеченных морфофизиологических изменениях у карпов кои, половые продукты не достигли пятой стадии зрелости после трехкратного инъецирования при температуре 23-25 °С.

УДК 577.115

К ОПРЕДЕЛЕНИЮ СОСТАВА ГЕКСАНОВОЙ ФРАКЦИИ CHLORELLA VULGARIS

АХМЕРОВА Л.Р., КГЭУ, г. Казань

Науч. рук. д-р биол. наук, профессор КАЛАЙДА М.Л.;

канд. хим. наук, доцент ЧУГУНОВ Ю.В.

Одноклеточные фотосинтезирующие организмы – это древнейшие микроорганизмы на Земле, создавшие ее кислородную атмосферу и являющиеся весьма существенной частью природы. Одноклеточные фотосинтезирующие организмы являются источником разнообразных химических соединений, выделяемых в окружающую среду, в том числе биологически активных веществ.

Установлено, что, изменяя условия культивирования, можно получать биомассу фототрофных микроорганизмов с различным содержанием углеводов, белков и липидов (Цоглин, 2012; Converti, 2009). При этом необходимо обеспечить сочетание достаточно большого количества факторов, влияющих на уровень накопления биомассы клеток и ее биоорганический компонентный состав, к которым относят: выбранный штамм фототрофного микроорганизма, исходную концентрацию клеток в среде, состав среды культивирования, интенсивность освещенности, температуру процесса.

Методом ГЖХ-МС исследованы липофильные фракции крапивы двудольной, крапивы жгучей (Лапинская, Копытко, 2008), компонентный состав эфирного масла рдеста пронзеннолистного (Круглова, Курашов и др., 2016), компонентный состав эфирного масла лапчатки гусиной (Савельева, Ефимов и др., 2014), состав концентрата микроводоросли «Живая Хлорелла» (Топилин, 2016). Состав липофильной фракции хлореллы вульгарис в литературе не описан.

Хлореллу выращивали в среде Тамия, отделяли от среды путем центрифугирования, высушивали при температуре 105 °С, экстрагировали в аппарате Сокслета гексаном. Содержание жира в хлорелле определяли по уменьшению веса проэкстагированного образца. Содержание жира составило 3,5 % от сухой массы хлореллы.

Исследования гексановой фракции хлореллы проводили на хромато-масс-спектрометре Agilent 5975C с предварительным разделением смеси на капиллярной колонке SE-54. Температура хроматографа изменялась по программе от 40 °С до 280 °С со скоростью подъема 10 °С/мин. Диапазон регистрируемых масс от 10 до 600 А.Е.М.

Соединения, входящие в состав гексановой фракции хлореллы, начинают выходить из капиллярной колонки при температуре выше
200 °С.

В составе липидной фракции обнаружены омега непредельные кислоты (3,7,11,15-тетраметил-2-гексадецен-1-ол), соединения карнозиновой кислоты, эфиры дикарбоновых кислот, производные хлорофила (метиловый эфир левопимаровой кислоты), жирные углеводороды (С27 – С32).

В экстракте обнаружено наличие ди-бутилового эфира фталевой кислоты. Данное соединение используется в производстве резинотехнических изделий в качестве пластификатора.

Идентификация соединений проводилась по стандартной библиотеке масс-спектров с использованием сборника «Пищевые липиды. Химия, питание и биотехнологии» под редакцией Казимира Акоха и Давида Мина (Casimir C. Akoh, David B. Min, 2002).

Литература

1. Цоглин Л Н. Биотехнология микроводорослей / Цоглин Л. Н., Пронина Н. А. – Москва: Научный мир. – 2012. – 182 с.

2. Converti A., Casazza A.A., Ortiz E.Y., Perego P., Del Borghi M. Effect of temperature and nitrogen concentration on the growth and lipid content of Nannochloropsis oculata and Chlorella vulgaris for biodiesel production // Chem. Eng. Process. – 2009. –Vol. 48. – № 6. – p. 1146–1151.

3. Липинская Е.С., Копытько Я.Ф. Изучение состава липофильной фракции настоек гомеопатических матричных крапивы двудомной (Urtica Dioica L.) и крапивы жгучей (Urtica Urens L.), Химико-фармацевтический журнал, т. 42, № 12, 2008, – с. 26-29.

4. Савельева Е.Е., Ефимов А.А., Краснов Е.А., Наргучанов А.Н. Компонентный состав эфирного масла Potentialla Anserina // Химия растительного сырья, № 2, 2014, – с 111-114.

5. Крылова Ю.В. Компонентный состав эфирного масла Potamogeton Perfoliatus L. из Ладожского озера в начале периода плодоношения/
Ю.В. Крылова, Е.А. Курашов, Г.Г. Митрукова // Химия растительного сырья, – № 2, 2016, – с 79-88.

6. Заключение специалиста по результатам химических исследований №04-03/16 от 4 апреля 2016 г. ООО «Центр химических исследований», Москва, 2016.

УДК 639.3:282 К26