Приклад: маса склянки – 70 г.
Завдання до лабораторних занять з дисципліни
„Фізіологія і біохімія рослин”
для студентів ІІІ курсу денної денної форми навчання
Галузь знань0401 Природничі науки
Напрям підготовки «6.040102. Біологія»
Херсон – 2011
Модуль «Фізіологія рослинної клітини»
____._____.201___
Тема: Визначення осмотичного тиску в рослинній клітині.
Мета: Виявити залежність ступеня плазмолізу клітин від концентрації розчину і порівняння осмотичного тиску клітинного соку різних рослин.
Література:
Контрольні запитання:
- Що таке осмос, його відмінність від дифузії?
- Що таке осмотичний тиск та осмотичний потенціал клітинного соку?
- Від яких зовнішніх факторів і внутрішніх умов залежить осмотичний тиск?
- Що таке ізотонічна, гіпотонічна, гіпертонічна концентрація клітинного соку?
- Написати формулу, за якою можна розрахувати осмотичний тиск.
- Що таке ізотонічний коефіцієнт?
Завдання 1. Визначити осмотичний тиск клітинного соку методом плазмолізу.
Рослинна клітина поглинає воду із зовнішнього середовища і віддає її. Напрямок і швидкість току води визначається осмотичними властивостями клітини: осмотичним потенціалом (P), водним потенціалом (Ψ), сисною силою (S), тургорним тиском (N), які проявляться в процесі осмосу.
Об’єкт: цибулина цибулі, що містить антоціан.
Матеріали та обладнання: мікроскоп, пробірки, предметні та покривні скельця, стаканчики, бюретки, випарювальні чашки, препарувальні голки, 1 М розчин сахарози, дистильована вода.
Хід роботи
З епідерміса нижньої сторони листа цибулини готують зрізи товщиною 2-3 клітини. Їх занурюють в холодну кип’ячену воду. Готують по 10т мл розчину сахарози від 0,9 до 0, 1 М. вихідним розчином є 1 М розчин сахарози (342 г на 1 л).
Робочі розчини розливають у випаровувальні чашки, прикривають картонними кришками, на яких вказана концентрація, і ставлять в рядок по зменшенню концентрації. В кожний розчин занурюють з періодичністю у 2 хвилини по 2 зрізи, попередньо підсушивши їх фільтрувальним папером. Через 30 хв зрізи по черзі розглядають під мікроскопом у краплині того розчину, в якому вони були. Визначають стан клітини: тургор, або плазмоліз. Знаходять ізотонічну концентрацію, яка є середньою між концентрацією, що викликає кутовий плазмоліз, і такою, що взагалі не викликає плазмолізу.
Осмотичний тиск розраховують за формулою:
Р=RTCi,
де Р - осмотичний тиск в Мегапаскалях (МПа), R – універсальна газова константа (0,00831 кДж/град*моль), T – абсолютна температура (273 + t°C), C – ізотонічна концентрація моль/л, і – ізотонічний коефіцієнт (коефіцієнт Ван-Гоффа).
Ступінь плазмолізу записати в таблиці, су проводивши кожен запис малюнком:
| Концентр р-ну, М | Кількісний склад | Ступінь плазмолізу | Малюнок | |
| 1 М р-ну сахарози | води | |||
| 0,9 | ||||
| 0,8 | ||||
| 0,7 | ||||
| 0,6 | ||||
| 0,5 | ||||
| 0,4 | ||||
| 0,3 | ||||
| 0,2 | ||||
| 0,1 |
Розрахувати величину Р для клітин цибулі.
| Висновки: |
Завдання 2. Визначити осмотичний тиск клітинного соку за допомогою рефрактометра.
Рефрактометричний метод дозволяє швидко і більш точно визначити концентрацію клітинного соку, за допомогою його - і осмотичний тиск. Метод спирається на знаходження % концентрації клітинного соку.
Об’єкт: коренеплід моркви, буряку, бульба картоплі.
Матеріали та обладнання: ручні преси (або металеві терки), марля, серветки, піпетки, рефрактометр.
Хід роботи:
З подрібненого об’єкту віджимають клітинний сік. Між призмами рефрактометра наносять дві краплини клітинного соку. Дзеркалом наводять світло. Дивляться у окуляр, а ручку рефрактометра доводять до такого стану, поки в окулярі не стане добре видно межу між темною та світлою половинами поля зору. Дивляться, з яким показником концентрації спадає/співпадає поле зору. Процентну концентрацію клітинного соку перераховують у молярну за пропорцією.
Приклад: показник рефрактометра 8%. Молярну концентрацію клітинного соку розраховують так:
342 г у 1 л розчину – 1 М розчин, 80 г сахарози у 1 л розчину – Х М розчин. Отже:
Х= 80/342=0,23 М.
Розрахувати осмотичний тиск для кожного рослинного об’єкту:
Результати досліду записати в таблицю.
| Об’єкт дослідження | Концентрація клітинного соку, % | Концентрація клітинного соку, М | Осмотичний тиск, МПа |
| Висновки: |
Дата захисту_____________ Підпис викладача __________________________
____._____.20___
Тема: Визначення сисної сили в рослинній клітині.
Мета: Визначити сисну силу клітин різних рослин і пояснити, чому змінюється цей показник.
Література:
Викторов Д.П. Малый практикум по физиологии растений. – М.: Высшая школа, 1983. – 135 с.: робота №11, 12.
Практикум по физиологии растений /под ред. Н.Н. Третьякова. – М., 19901. – 271 с.: робота № 10, 11.
Негода О.В. Лабораторний практикум з дисципліни „Фізіологія рослин”. – Київ, 2003. – 112 с.: робота №6.
Контрольні запитання:
- Що таке осмос? Якими показниками характеризується осмос?
- Що таке сисна сила рослин?
- Що таке тургорний тиск?
- Який осмотичний показник є основним при надходженні води в клітину осмотичним шляхом?
- Яка існує залежність між S, P, T?
Завдання 1. Визначити всисну силу клітин рослин рефрактометричним методом.
При зануренні рослинної тканини у розчин електроліта (NaCl) або неелектроліта (сахароза) певної концентрації остання змінюється внаслідок обміну водою між клітинами і розчином. Зміна концентрації розчину веде за собою зміну показника заломлення, що можна визначити за допомогою рефрактометра. Той розчин, показник якого не змінився після досліду, буде ізотонічним. Враховуючи цей показник, розраховують сисну силу рослин (S):
S=RTCi,
де R – універсальна газова константа (0,00831 кДж/град*моль), T – абсолютна температура (273 + t°C), C – ізотонічна концентрація моль/л, і – ізотонічний коефіцієнт (коефіцієнт Ван-Гоффа), для розчину сахарози і = 1.
Об’єкт: листя пеларгонії, бульби картоплі, цибулина цибулі, листя алое, коренеплід моркви, коренеплід буряку.
Матеріали та обладнання: бюретки, воронки, скальпель, великий пінцет, скляні палички, 1 М розчин сахарози, рефрактометр, штативи з великими і маленькими пробірками, скляні піпетки з поділками, препарувальні голки, леза, свердло, фільтрувальний папір, серветки, стеклограф, термометр для вимірювання температури повітря.
Хід роботи (виконується кількома групами студентів на різних рослинних об’єктах):
Готують розчини сахарози концентрацією від 0,9 до 0, 1 М по 10 мл у великі пробірки. По 0,5 мл кожного розчину переносять піпеткою з поділками у малі пробірки. Свердлом роблять висічки (кружечки) з рослинного об’єкту (попередньо вирізавши з нього пластину завтовшки 1 мм). По 3 кружечки занурюють у маленькі пробірки з розчинами різної концентрації. Стежать, щоб зрізи не спливали на поверхню.
Висічки з рослинних об’єктів залишають у розчинах на 40-60 хв. За цей час за допомогою рефрактометра визначають початковий показник заломлення розчинів з великих пробірок (до початку досліду). Аналогічним чином визначають показник заломлення розчину у маленьких пробірках після закінчення досліду.
За отриманими результатами знаходять ізотонічний розчин, розраховують сисну силу.
Результати досліду записати в таблицю (кожна робоча група – окремо)
| Концентрація розчину, моль/л | Кількісний склад, мл | Величина коефіцієнту заломлення (%) | Ізотонічна конц., моль/л | Об’єкт | Сисна сила, МПа | ||
| 1 м сахарози | води | До досліду | Після досліду | ||||
| 0,9 | |||||||
| 0,8 | |||||||
| 0,7 | |||||||
| 0,6 | |||||||
| 0,5 | |||||||
| 0,4 | |||||||
| 0,3 | |||||||
| 0,2 | |||||||
| 0,1 |
На основі даних, отриманих різними робочими групами, заповнити таблицю показників величини сисної сили у різних рослин.
| Об’єкт дослідження | Орган | Сисна сила, МПА |
| Висновки: |
Завдання 2. Визначити всисну силу рослинних клітин методом вимірювання відрізків (за М.Ф. Лілієнштерн).
Водообмін між рослинною клітиною і розчином визначається співвідношенням їх всисних сил, тобто розчинник (вода) пересувається в бік більшої всисої сили. Якщо рослинна тканина занурена в розчин, всисна сила якого більша за всисну силу клітини, вода виходить з клітини назовні, і розміри клітин (об’єм) зменшуються. В протилежних мовах ваода надходить до клітин, їх розміри збільшуються. Якщо зразок рослинного об’єкту має фору вузької смужки, її довжина збільшується або зменшується. Якщо довжина не змінилася, розчин є ізотонічним.
Об’єкт: бульба картоплі.
Матеріали та обладнання: бюретки, воронки, скальпель, лезо, пінцети, фарфорові чашки для лінійки розчинів, картонні кришки з позначками від 0, 1М до 0,9 М, міліметровий папір, препарувальне скло, 1М розчин сахарози, штатив з великими та маленькими пробірками.
Хід роботи:
Рештки розчинів з великих пробірок, що були виготовлені при виконанні завдання 1, переливають у фарфорові чашки і накривають їх картонними кришками з позначкою про концентрацію. На препарувальному склі роблять смужки з бульби картоплі завдовжки 30-35 мм, завширшки 5 мм, завтовшки 2-3 мм. У кожну чашку опускають по 2 такі смужки і залишають на 20-30 хв. Після досліду за допомогою міліметрового паперу заміряють довжину кожної смужки.
Найкоротша смужка має Т1=0, тоді P1= S1 (сисна сила дорівнює тургорному тиску). Для кожної концентрації визначають S.
Між осмотичним тиском і довжиною смужки існує протилежна залежність:
, відповідно, 
, 
тощо
Тургор дорівнює (P – S), тобто T2 = P2 – S2, T3 = P3 – S3 і т.д.
Результати досліду занести в таблицю, накреслити за її даними графіки залежності між S, P, T.
| Концентрація (в Моль/л) Показники, що вивчаються | 0,9 | 0,8 | 0,7 | 0,6 | 0,5 | 0,4 | 0,3 | 0,2 | 0,1 |
| Довжина смужки до досліду, мм | |||||||||
| Довжина смужки після досліду, мм | |||||||||
| S, МПа | |||||||||
| P, МПа | |||||||||
| T, МПа |
| Висновки: |
Дата захисту_____________ Підпис викладача __________________________
____._____.20___
Тема: Визначення проникності цитоплазми рослинної клітини
Мета: Виявити вплив зовнішніх та внутрішніх умов на її проникність цитоплазми.Порівняти проникність фарби крізь цитоплазму живих та мертвих клітин, визначити рН клітинного соку.
Література:
Викторов Д.П. Малый практикум по физиологии растений. – М.: Высшая школа, 1983. – 135 с.: робота №1, 4, 7, 8, 9.
Практикум по физиологии растений /под ред. Н.Н. Третьякова. – М., 19901. – 271 с.: робота № 1, 3, 4.
Векирчик К.Н. Физиология растений. Практикум. – К.: Высшая школа, 1984. – 240 с.: робота №4, 6, 7.
Контрольні запитання:
- Що таке цитоплазма і які основні властивості їй притаманні?
- Які види проникності має цитоплазма?
- Чи пропускає жива цитоплазма речовини клітинного соку?
- Чому при дії на живу клітину, що містить антоціан, високої температури, оцтової кислоти, хлороформу чи спирту змінюється колір зовнішнього розчину?
- Яке значення має напівпроникність цитоплазми в житті клітини і чим вона зумовлена?
- Про що свідчить поява яскравішого забарвлення гранул в цитоплазмі при забарвленні клітин нейтральним червоним?
- Який тип плазмолізу утворюється в клітинах при дії калію і кальцію?
Завдання 1.Порівняти проникність живої та мертвої цитоплазми.
Цитоплазма живої клітини здатна утримувати речовини, що містятьтся у клітинному соку, завдяки властивій їй вибірковості. При пошкодженні клітини високою температурою, міцними кислотами або іншими факторами цитоплазма втрачає цю властивість, і речовини, що містяться у клітинному соці, вільно виходять назовні. Ступінь пошкодження клітин зразка напрямук корелюється з об’ємом речовин, що виділяються у зовнішнє середовище. Таким чином, інтенсивність забарвлення – критерій пошкодження кліфтин досліджуваних об’єктів.
Об'єкт: коренеплід червоного столового буряку.
Матеріали та обладнання: пробірки, штативи, сірники, хлороформ, 30% оцтова кислота, 50% етиловий спирт, мензурки, мікроскоп, спиртівка, 1 М розчин КNО3, вода (дистильована 30 мл, охолоджена кип’ячена – 200 мл).
Хід роботи:
З очищеного червоного буряку нарізають однакові брусочки довжиною 20 мм, шириною 5 мм. Добре їх промивають під проточною водою. У 5 пробірок наливають розчин за схемою: пробірка №1 – 10 мл Н2О, пробірка №2 – 10 мл Н2О, пробірка №3 – 10 мл Н2О + 0,5 мл хлороформу, пробірка №4 – 10 мл 30% оцтової кислоти, пробірка №5 – 10 мл 50% етилового спирту.
У всі пробірки, крім другої, кидають по 2 брусочки. Два брусочки кип'ятять у воді в окремій посудині протягом 5 хвилин, а потім кидають у пробірку №2. Дослід залишають на 30 хв. Потім струшують пробірки і відзначають інтенсивність забарвлення розчинів: сильне, середнє, слабке, забарвлення відсутнє. Готують зрізи з брусочків, що були у найбільш зафарбованому розчині та воді. Зрізи кладуть на предметне скло у краплю розчину КNО3, покривають покривним склом і розглядають під мікроскопом. Плазмоліз свідчить, що клітина жива, відсутність плазмолізу – що вона мертва.
Результати досліду оформити у вигляді таблиці. Зробити малюнки препаратів.
| №1 | №2 | №3 | №4 | №5 |
| Вода 10 мл | Вода 10 мл (після кіп’ятіння) | 10 мл Н2О + 0,5 мл хлороформу | 10 мл 30% оцтової кислоти | 10 мл 50% етилового спирту |
| Висновки: |
Завдання 2. Визначити проникність цитоплазми у клітин різного віку.
Проникність (швидкість проходження речовин крізь цитоплазматичну мембрану) для більшості розчинених речовин є малою, яле деякі (сечовина) проходять дуже швидко. При зануренні к4літин в гіпертонічний розчин сечовини спостерігається плазмоліз – внаслідок втрачання води клітинами. Однак при тривалому перебуванні в розчині молекули плазмолітика поступово проникають до вакуолі, концентрація клітинного соку зростає, і вода надходить до клітини – спостерігається деплазмоліз. Проміжок часу від занурення у розчин до кінця деплазмолізу є показником проникності цитоплазми для сечовини. Проникність цитоплазми, в свою чергу, залежить від внутрішніх умов, в тому числі від її в'язкості. Різновікові клітини мають різну в'язкість цитоплазми, по різному будуть пропускати речовини зовнішнього розчину.
Об'єкт: жива рослина елодеї канадської.
Матеріали та обладнання: мікроскоп, предметні та покривні скельця, препарувальні голки, пінцети, вазелин, 1 М розчин сечовини.
Хід роботи:
Листок елодеї, що не закінчив ріст (з верхівки), кладуть на предметне скло у краплю 1М розчину сечовини, накривають покривним склом і розглядають під малим збільшенням мікроскопу. Приблизно через 5 хв. в клітинах починається плазмоліз. Краї покривного скельця змазують вазеліном і продовжують спостерігати за плазмолізом і деплазмолізом в клітинах основи та верхівки листка, перевіряючи препарат кожні 3-5 хвилин протягом 15-20 хвилин.
Тривалість плазмолізу і деплазмолізу вказує на проникність цитоплазми різновікових клітин.
Результати досліду записати в таблицю. Препарати замалювати.
| Вік клітин | Час занурення препарату в розин сечовини | Плазмоліз | Тривалість плазмолізу, хв. | Деплазмоліз | Тривалість деплазмолізу, хв | ||
| Початок, год, хв. | Закінчення год, хв. | Початок, год, хв. | Закінчення год, хв. | ||||
| Молода (основа листка) | |||||||
| Стара (верхівка листка) |
| Висновки: |
Завдання 3. Проспостерігати за непроникністю тонопласту для клітинного соку.
Цитоплазма неоднорідна за своєю будовою. Третій її шар (мембрана) - тонопласт, що оточує вакуолю, складається з більш міцних шарів орієнтованих міцел, ніж плазмолема, тому, проникність її різна. Тонопласт – найбільш стійка структура і його можна виділити із клітини разом із клитинним соком.
Об'єкт: цибулина цибулі, що містить антоціан.
Матеріали та обладнання: мікроскоп, лезо, випарювальна чашка, предметні скельця, препарувальна голка, 1М розчин КNО3.
Хід роботи:
З цибулини цибулі, що містить антоціан, роблять зріз без м'якоті і занурюють його у чашечку з розчином 1М КNО3, залишаючи на 40-60 хв. Потім на предметному склі лезом бритви роблять поперечний розріз через клітини, де настав плазмоліз (опуклий). На зріз наносять краплю 1М розчину КNО3, покривають покривним склом, розглядають під мікроскопом при малому збільшенні. Препарувальною голкою стукають по покривному склу доти, доки тонопласт разом з клітинним соком не вийде із клітини.
Препарат замалювати.
| Висновки: |
Завдання 4. Прослідкувати за накопиченням фарби у вакуолях нижнього епідермісу цибулини цибулі.
Важлива здатність цитоплазми – вибіркова проникність. Жива цитоплазма пропускає окремі фарби у вакуолюі фарбує її. Вакуолі відмерлих клітин не зафарбовуються, зафарбовується тільки цитоплазма і ядро. Проникнення крізь всі три шари цитоплазми називається наскрізною проникністю. Якщо проникає нейтральний червоний (він є індикатором), то можгна визначити рН клітини. Цей індикатор здатен проникати в живі клітини і накопичуватися в них у великій кількості, при цьому цитоплазма живих клітин не відмирає, що можна перевірити за допомогою плазмолізу.
Об’єкт: цибулина цибулі без антоціану.
Матеріали та обладнання: мікроскоп, скальпель, пінцет, предметне та покривне скло, лезо, 0,002-0,005% розчин нейтрального червоного, 1 М розчин KNO3, спиртівки, препарувальні голки.
Хід роботи:
Шматок епідермісу цибулі кладуть на предметне скло у краплю розчину нейтрального червоного. Під малим, а потім під великим збільшенням спостерігають за препаратом під мікроскопом. Через 10 хв. Фарбник накопичується у вакуолі і зафарбовує клітини у малиновий колір (вказує на слабкокислу реакцію). Фільтрувальним папером відсмоктують барвник з-під покривного скла і вводять KNO3. Плазмоліз клітин і накопичення фарби малинового кольору свідчить про те, що клітини живі. Других шматок епідермісу в краплині води нагрівають на предметному склі до википання розчину, після чого повторюють дослід з нейтральним червоним. Якщо цитоплазма і ядро відмерлих клітин зафарбовується у жовтувато-червоний колір, це свідчить про лужний рН цитоплазми.
Препарати замалювати, зробити підписи.
| Висновки: |
Завдання 5. Дослідити вплив йонів кальцію і калію на в’язкість цитоплазми.
Йони, які підвищують ступінь гідратації колоїдів, збільшують проникність цитоплазми. Йони, що мають коагулюючу дію, викликають дегідратацію білку, зменшення пор мембран і зниження швидкості надходження речовин до клітини. Відтак, в’язкість цитоплазми відповідно зменшується або збільшується. Простежити це можна, порівнявши тип плазмолізу, що викликають одномолярні розчини різних солей, та час плазмолізу (проміжок від занурення тканини в розчин плазмолітика до настання опуклого плазмолізу).
Об’єкт: цибулина цибулі з антоціаном.
Матеріали та обладнання: мікроскоп, фарфорові чашки, лезо, препарувальна голка, предметні та покривні скельця, 1 М розчин KNO3, Ca(NO3)2.
Хід роботи:
Виготовляють зріз з нижнього епідермісу лусочки цибулини, в якому є антоціан. Зріз занурюють у 1 М розчин KNO3 та Ca(NO3)2. препарати залишають у розчині на 30-60 хв. Після цього їх розглядають у мікроскоп. Спостерігають дві форми плазмолізу: в розчині KNO3 – ковпачковий, в розчині Ca(NO3)2 – судорожний.
Препарати замалювати. Пояснити вплив йонів калію і кальцію на в’язкість цитоплазми, на її проникність.
| Висновки: |
Дата захисту_____________ Підпис викладача __________________________
____._____.20___
Тема: Рух продихів. Підняття води по рослині
Мета: Проспостерігати за рухом продихів. Розрахувати площу відкритих продихів по відношенню до поверхні лмстка. Проспостерігати за підняттям води по рослині.
Література:
Викторов Д.П. Малый практикум по физиологии растений. – М.: Высшая школа, 1983. – 135 с.: робота №21
Практикум по физиологии растений /под ред. Н.Н. Третьякова. – М., 19901. – 271 с.: робота №
Векирчик К.Н. Физиология растений. Практикум. – К.: Высшая школа, 1984. – 240 с.: робота №22
Контрольні запитання:
- Продиховий апарат, особливості його роботи.
- Фізіологічна основа відкривання та закриття продихів.
- Механізм відкривання та закривання продихових щілин.
- Види руху продихів, механізм ініціації процесу.
- Описати шлях води від крапель дощу, що потрапив в грунт, до водяної пари, яка виходить в повітря через продихи.
- Які біохімічні процеси та фізичні сили керують вищеописаним рухом води?
Завдання 1.Рух продихів. Визначення площі відкритих продихів на одиницю поверхні.
Інтенсивність транспірації регулюється відкриттям і закриттям продихів. В основі руху замикаючих клітин беруть участь різноманітні фактори: світло, оводненість тканин, температура, концентрація СО2 в міжкілинниках. Головним фактором в цьому процесі є вода, як фактор забезпечення тургорного стану замикаюсих клітин продихів. При нормальному забезпеченні клітин водою продихи відкриваються, при втраті води – закриваються. Відтак, ступінь розкриття продихів може бути одним з фізіологічних показників при встановленні часу поливу рослин. Кількість продихів та площу продихових щілин на одиницю листової поверхні можна визначити за допомогою мікроскопа, використовуючи окуляр-мікрометр.
Об'єкт: традесканція віргінська або інші рослини родини Комелінові.
Матеріали та обладнання: мікроском, предметні та покривні скельця, окуляр-мікрометр, препарувальні голки, скальпель, розчин гліцерину у воді (0,5%), дистильована вода, піпетки, фільтрувальний папір.
Хід роботи:
Піддослідні рослини традесканції поливають та витримують на освітленому вікні 1,5-2 години. З нижнього епідермісу листка готують зріз – знімають лезом шар епідермісу та 1-2 шари клітин мезофілу, аби не пошкодити епідермальні клітини. Зріз кладуть на предметне скло в крапилу 5%-го розчину гліцерину, накривають покривним склом і розглядають під мікроскопом при малому збільшенні. На початку досліду гліцерин викличе плазмоліз, і продихи замкнуться. Через 15-20 хв гліцерин пройде крізь цитоплазму у клітинний сік. При цьому тургорний тиск відновиться, настане деплазмоліз, і продихи відкриються. Якщо продихові щілини відкриваються слабко, на предметне скло поряд з препаратом наносять краплину води і за допомогою фільтрувального паперу втягують її у препарат. Після цього роблять малюнки: продиховий апарат епідермісу листка традесканції з відкритою та закритою прождиховою щілиною.
За допомогою окуляр-мікрометра визначають діаметр поля зору мікроскопа, ширину та довжину продихових щілин. В окуляр-мікрометрі, що використовується на занятті, 1 велике ділення дорівнює 1 мікрометру, тобто 10 -6 метра, маленькі поділки – 10 -7 метра.
Підраховують кількість продихів в полі зору мікроскопа.
Розраховують площу поля зору мікроскопа: S=π * r2
Розраховують середню площу однієї продихової щілини, як площу еліпса: Sp = π*a*b
Де а – мала напіввісь еліпса (половина ширини продихової щілини), b – велика напіввісь еліпса (половида довжини продихової щілини).
За отриманими даними розраховують, який відсоток складають площі продихових щілин від загальної площі листка.
Дослід повторити з епідермісом верхньої сторони листка традесканції.
Записати розрахунки в таблицю. Порівняти результати досліду для верхнього та нижнього боків листка.
| Показники | Дані для верхнього боку листка | Дані для нижнього боку листка |
| Ціна поділки окуляр-мукрометра, в мкм | ||
| Площа поля зору мікроскопа, в мкм 2 | ||
| Кількість продихів в полі зору мікроскопа, шт. | ||
| Розмір однієї продихової щілини, в подліках окуляр-мікрометра: А) ширина | ||
| Б) довжина | ||
| Площа однієї продихової щілини, в мкм 2 | ||
| Площа продихових щілин в полі зору мікроскопа, в мкм 2 | ||
| Відношення площі продихових щілин до площі листка, % |
Рух продихів епідерми листка традесканції.
1 – відкриті продихи, 2 – закриті продихи.
| Висновки: |
Завдання 2.Підняття води по рослині.
Вода просувається від кореня до листя (висхідна течія) по ксилемі, основними елементами якої є витягнуті мертві клітини. При наявності у водному розчині барвника (чорнило, діамантовий зелений) він піднімається по стеблу, зафарбовуючи у відповідний колір елементи провідної системи.
Об'єкт: бальзамін, бегонія, традесканція ампельна або колеус (чи інша кімнатна рослина з напівпрозорими стеблами, що не мають яскравого забарвлення).
Матеріали та обладнання: мікроскоп, лезо, предметні та покривні скельця, серветки для протирання скельця, фільтрувальний папір, вода, чорнило або розчин діамантового зеленого, склянка на 100 мл або невелика колба з широким горлом.
Хід роботи:
Гілочку піддослідної кімнатної рослини підрізають під водою і ставлять в склянку з підфарбованою водою на 2-3 години. Виймають рослину, роблять ряд поперечних зрізів через стебло (починаючи з верхівки), роздивляються їх під мікроскопом.
Наявність на зрізі забарвлених судин свідчить про наявність в них води, що піднялася по стеблу з посудини. Визначивши висоту підняття води по стеблу і розділивши її на час досліду, знаходять швидкість її руху для даної рослини за даних умов, у см/год.
Замалювати зріз через стебло піддослідної рослини, позначивши забарвлені елементи ксилеми (судини).
| Висновки: |
Дата захисту_____________ Підпис викладача __________________________
____._____.20___
Тема:Транспірація.
Мета: Визначити інтенсивність транспірації та відносну транспірацію.
Література:
Викторов Д.П. Малый практикум по физиологии растений. – М.: Высшая школа, 1983. – 135 с.: робота №
Практикум по физиологии растений /под ред. Н.Н. Третьякова. – М., 19901. – 271 с.: робота №
Векирчик К.Н. Физиология растений. Практикум. – К.: Высшая школа, 1984. – 240 с.: робота №
Негода О.В. Лабораторний практикум з дисципліни „Фізіологія рослин”. – Київ, 2003. – 112 с.: робота.
Контрольні запитання:
1. Що таке транспірація? Її значення для рослин.
2. Назвати одиниці вимірбвання транспірації.
3. Якими методами можна визначити транспірацію?
4. Якими методами можна обчислити площу поверхні листка?
5. Від яких факторів середовища залежить інтенсивність тркнспірації?.
6. Що таке кореневий тиск, гутація і «плач» рослин?
Завдання 1. Визначення інтенсивності транспірації рослин ваговим методом.
Процес випаровування води з поверхні листка називають транспірацією. Один з показників транспірації є її інтенсивність, тобто кількість води, яка випаровується листкомза одиницю часуодииницею поверхні або масою листка. Відносна транспірація – відношення інтенсивності транспірації з одиниці площі листка до інтенсивності випаровування з такої самої площі вільної водної поверхні за одиницю часу. Ваговий метод визначення інтенсивності транспірації зоснований на врахуванні зменшення води рослиною або окремими її органами.
Об’єкт: листки пеларгонії, гібіска, сингоніуму.
Матеріали та обладнання: ваги та рівноваги, прилад Веска, ножиці, папір, лінійка, рідка рослинна олія, пінцет, лезо, спирт.
Хід роботи
Апарат Веска або пробірку заповнюють водою (кип’яченою). З рослини зрізають лист. Черешок відрізають під водою і вставляють в коліно приладу або пробірки, зверху додають олію (2 – 3 краплі). Все це зважують. Через 40 – 60 хв знову зважують. По різниці між першою та другою вагою визначають кількість води, що випаровувалась листком. Можна такий же дослід провести біля вентилятора (в потоці повітря).
Для визначення інтенсивності транспірації обчислюють: кількість води, що випарилась листком, час досліду, площа листка. Площу листка визначаютьтак: зважують квадрат паперу, 10 х 10 см (тобто 100 см2). На цьому папері замальовують контури листка, вирізають і зважують цей папір. 3 простої пропорції дізнають площу листка у см2.
Інтенсивність транспірації Т (в г/м2 год) обчислюють за формулою:
де С – кількість випарованої листком води в г за 1 год., t – тривалість досліду (в хвилинах), год; S – площа листка, см2.
Паралельно в тих самих; умовах визначають інтенсивність випаровування води з вільної водної поверхні (Е). Для цього встановлюють кількість води, що випарилась з поверхні чашки Петрі за 1 год, зважуючи чашку Петрі з водою на початку досліду і по закінченню досліду. Площу поверхні чашки Петрі підраховують за формулою: S1 = π·r2
Розраховують Е за раніше наведеною формулою:
Обчислююті величииу відносної транспірації (ВТ):
Результати записати в таблицю
| Умови досліду | Транспірація | Інтенсивність транспірації, (Т)г · м2 · год· | |||
| Маса пробірки з водою та листком, г | Кількість води, що випарувалася, г | Площа листка, см2 | |||
| На початку досліду | В кінці досліду | ||||
| В нормі | |||||
| В потоці повітря |
| Умови досліду | Випаровування | Інтенсивність транспірації, (Т)г · м2 · год· | Т Е | |||
| Маса чашки Петрі з водою, г | Втрати води, г | Площа поверхні, см2 | ||||
| На початку досліду | В кінці досліду | |||||
| В нормі | ||||||
| В потоці повітря |
Порівнюють різні види рослин і роблять висновки про здатність їх регулювати транспірацію.
| Висновки: |
Завдання 2. Визначення інтенсивності транспірації верхнього і нижнього боків листка за допомогою хлоркобальтового паперу (За Шталем).
Окрім кількісних методів, існують якісні методи дослідження транспірації. Одним з них є порівняльний хлоркобальтовий метод, який дозволяє встановити, який бік листка випаровує більше води – верхній чи нижній. Метод грунтується на зміні кольору фільтрувального паперу, просоченого 5%-ним розчином хлориду кобальту, при поглинанні ним парів води під час випаровування води листковою поверхнею. За часомс, який необхідний для того, щоб синій папірець (CoCl2) набув рожевого забарвлення (CoCl2*6H2O), роблять висновок про інтенсивність транспірації на нижньому і на верхньому боці листка однієї рослини.
Об'єкт: пеларгонія, гібіск, сингоніум або інша кімнатна рослина з великим міцним листям.
Матеріали та обладнання: смужки фільтрувального паперу, оброблені 5%-вим розчином хлориду кобальту, пінцети, скляні пластинки, предметні та покривні скельця, великі канцелярські скріпки, дистильована вода, піпетки, леза, препарувальні голки, мікроскопи, секундомер.
Хід роботи:
Смужки хлоркобальтового паперу пінцетом кладуть на нижню та верхню поверхні листка кімнатної рослини, накривають предметним склом і закріплюють скріпками. Під час досліду не можна торкатися до паперу руками, оскільки волога, що випаровується з поверхні людської шкіри, змінює колір паперу, що вплине на чистоту експерименту.
Зазначивши на час початку досліду, ведуть спостереження. Слід встановити, за який проміжок часу смужки паперу повністю змінять колір. По закінченні досліду з листків, до яких кріпився хлоркобальтовий папір, роблять тимчасові мікропрепарати епідерми з нижньої і верхньої поверхні, і підраховують кількість продихів, що є в полі зору мікроскопа. Результати дослідів вносять в таблицю.
Роблять висновок про те, з якого боку листка інтенсивність транспірації вища, і як це пов’язано з густиною розташування продихів на епідермі.
| Бік листка | Об’єкти досліду | |||||
| 1. | 2. | 3. | ||||
| Час зміни кольору паперу, хв. | Кількість продихів у полі зору мікроскопа, шт. | Час зміни кольору паперу, хв. | Кількість продихів у полі зору мікроскопа, шт. | Час зміни кольору паперу, хв. | Кількість продихів у полі зору мікроскопа, шт. | |
| Нижній | ||||||
| Верхній |
| Висновки: |
Дата захисту_____________ Підпис викладача __________________________
____._____.20___
Тема:Посухостійкість рослин.
Мета: Порівняти коефіцієнт зав’язання паростків різних рослин на різних типах.
Література:
Практикум по физиологии растений /под ред. Н.Н. Третьякова. – М., 19901. – 271 с.: робота №…
Контрольні запитання:
1. Дайте визначення поняття „водний баланс рослин”?
2. Що таке коефіцієнт зав’язання, вологість зав’ядання?
3. Від яких фізичних властивостей та хімічних показників грунту залежить вологість зав’ядання?
4. На яких типах грунтів вологість зав’ядання має бути більшою: підзолі, темнокаштановому грунті, чорноземі, піску?
5. Які фізіологічні показники використовують з метою встановлення термінів поливу культур при зрошуванні?
Завдання 1. Визначення вологості зав’ядання методом паростків на різних типах грунтів
Кількість води в граммах на 100 г абсолютно сухого грунту, при якій спостерігається стійке зав’ядання рослин, називається вологістю зав’ядання, або коефіцієнтом зав’ядання. Ця величина залежить від типу грунту та його складу, також для різних рослин на одному й тому ж грунті вона буде дещо відрізнятися.
Одним з методів, що визначає коефіцієнт зав’ядання, є метод паростків, розроблений О.В. Новіковим.
Об’єкт: насіння пшениці, гороху, квасолі або соняшника.
Матеріали та обладнання: порцелянові або пластикові склянки, ваги з рівновагами, мірний циліндр (або мірний пальчик), вата, білий папір, пісок, глина, каштановий грунт, чорнозем (або перегній), клейка стрічка (скотч), ножиці, олівець.
Хід роботи
Для закладки досліду з визначення вологості зав’ядання зважують порцелянову (або пластикову) склянку, наповнюють її до позначки грунтом певної вологості. Вологість грунту визначають ваговим методом: у алюмінієвий бюкс, попередньо зважений, насипають пробу піддослідного грунту, зважують їх на електронних вагах, після чого нагрівають в сухожаровій шафі або на електроплитці, зважуючи через певні проміжки часу до того моменту, поки вага не припинить змінюватися. Порівнявши результати зважувань на початку та по закінченні досліду, вираховують масу абсолютно сухого грунту і води, що випарувалася, і підраховують відносну вологість грунту у %.
Для нормальний умов росту піддослідної рослини грунт в порцеляновій чашці має бути зволожений до 80%. Кількість води обчислюють наступним чином. Перший етап – визначення маси абсолютно сухого грунту в склянці.
Приклад: маса склянки – 70 г.